- Text
- History
Giant protoplasts of Saccharomyces
Giant protoplasts of Saccharomyces cerevisiae of 10–35 µm in diameter were generated by multi-cell electrofusion.
Thereby two different preparation strategies were evaluated with a focus on size distribution and “patchability”
of electrofused protoplasts. In general, parental protoplasts were suitable for electrofusion 1–12 h after isolation.
The electrophysiological properties of electrofused giant protoplasts could be analyzed by the whole-cell patch
clamp technique. The area-specific membrane capacitance (0.66±0.07 µF/cm2
) and conductance (23–44 µS/cm2
)
of giant protoplasts were consistent with the corresponding data for parental protoplasts. Measurements with
fluorescein-filled patch pipettes allowed to exclude any internal compartmentalisation of giant protoplasts by
plasma membranes, since uniform (diffusion-controlled) dye uptake was only observed in the whole-cell
configuration, but not in the cell-attached formation. The homogeneous structure of giant protoplasts was further
confirmed by the observation that no plasma membrane associated fluorescence was seen in the interior of giant
cells after electrofusion of protoplasts expressing the light-activated cation channel Channelrhodopsin-2 (ChR2)
linked to yellow fluorescent protein (YFP). Patch clamp analysis of the heterologously expressed ChR2-YFP
showed typical blue light dependent, inwardly-directed currents for both electrofused giant and parental
protoplasts. Most importantly, neither channel characteristics nor channel expression density was altered by
electric field treatment. Summarising, multi-cell electrofusion increases considerably the absolute number of
membrane proteins accessible in patch clamp experiments, thus presumably providing a convenient tool for the
biophysical investigation of low-signal transporters and channels
Thereby two different preparation strategies were evaluated with a focus on size distribution and “patchability”
of electrofused protoplasts. In general, parental protoplasts were suitable for electrofusion 1–12 h after isolation.
The electrophysiological properties of electrofused giant protoplasts could be analyzed by the whole-cell patch
clamp technique. The area-specific membrane capacitance (0.66±0.07 µF/cm2
) and conductance (23–44 µS/cm2
)
of giant protoplasts were consistent with the corresponding data for parental protoplasts. Measurements with
fluorescein-filled patch pipettes allowed to exclude any internal compartmentalisation of giant protoplasts by
plasma membranes, since uniform (diffusion-controlled) dye uptake was only observed in the whole-cell
configuration, but not in the cell-attached formation. The homogeneous structure of giant protoplasts was further
confirmed by the observation that no plasma membrane associated fluorescence was seen in the interior of giant
cells after electrofusion of protoplasts expressing the light-activated cation channel Channelrhodopsin-2 (ChR2)
linked to yellow fluorescent protein (YFP). Patch clamp analysis of the heterologously expressed ChR2-YFP
showed typical blue light dependent, inwardly-directed currents for both electrofused giant and parental
protoplasts. Most importantly, neither channel characteristics nor channel expression density was altered by
electric field treatment. Summarising, multi-cell electrofusion increases considerably the absolute number of
membrane proteins accessible in patch clamp experiments, thus presumably providing a convenient tool for the
biophysical investigation of low-signal transporters and channels
0/5000
Giant protoplasts of Saccharomyces cerevisiae of 10–35 µm in diameter were generated by multi-cell electrofusion.
Thereby two different preparation strategies were evaluated with a focus on size distribution and “patchability”
of electrofused protoplasts. In general, parental protoplasts were suitable for electrofusion 1–12 h after isolation.
The electrophysiological properties of electrofused giant protoplasts could be analyzed by the whole-cell patch
clamp technique. The area-specific membrane capacitance (0.66±0.07 µF/cm2
) and conductance (23–44 µS/cm2
)
of giant protoplasts were consistent with the corresponding data for parental protoplasts. Measurements with
fluorescein-filled patch pipettes allowed to exclude any internal compartmentalisation of giant protoplasts by
plasma membranes, since uniform (diffusion-controlled) dye uptake was only observed in the whole-cell
configuration, but not in the cell-attached formation. The homogeneous structure of giant protoplasts was further
confirmed by the observation that no plasma membrane associated fluorescence was seen in the interior of giant
cells after electrofusion of protoplasts expressing the light-activated cation channel Channelrhodopsin-2 (ChR2)
linked to yellow fluorescent protein (YFP). Patch clamp analysis of the heterologously expressed ChR2-YFP
showed typical blue light dependent, inwardly-directed currents for both electrofused giant and parental
protoplasts. Most importantly, neither channel characteristics nor channel expression density was altered by
electric field treatment. Summarising, multi-cell electrofusion increases considerably the absolute number of
membrane proteins accessible in patch clamp experiments, thus presumably providing a convenient tool for the
biophysical investigation of low-signal transporters and channels
Thereby two different preparation strategies were evaluated with a focus on size distribution and “patchability”
of electrofused protoplasts. In general, parental protoplasts were suitable for electrofusion 1–12 h after isolation.
The electrophysiological properties of electrofused giant protoplasts could be analyzed by the whole-cell patch
clamp technique. The area-specific membrane capacitance (0.66±0.07 µF/cm2
) and conductance (23–44 µS/cm2
)
of giant protoplasts were consistent with the corresponding data for parental protoplasts. Measurements with
fluorescein-filled patch pipettes allowed to exclude any internal compartmentalisation of giant protoplasts by
plasma membranes, since uniform (diffusion-controlled) dye uptake was only observed in the whole-cell
configuration, but not in the cell-attached formation. The homogeneous structure of giant protoplasts was further
confirmed by the observation that no plasma membrane associated fluorescence was seen in the interior of giant
cells after electrofusion of protoplasts expressing the light-activated cation channel Channelrhodopsin-2 (ChR2)
linked to yellow fluorescent protein (YFP). Patch clamp analysis of the heterologously expressed ChR2-YFP
showed typical blue light dependent, inwardly-directed currents for both electrofused giant and parental
protoplasts. Most importantly, neither channel characteristics nor channel expression density was altered by
electric field treatment. Summarising, multi-cell electrofusion increases considerably the absolute number of
membrane proteins accessible in patch clamp experiments, thus presumably providing a convenient tool for the
biophysical investigation of low-signal transporters and channels
Being translated, please wait..
Giant protoplasts of Saccharomyces cerevisiae of 10–35 µm in diameter were generated by multi-cell electrofusion.
Thereby two different preparation strategies were evaluated with a focus on size distribution and “patchability”
of electrofused protoplasts. In general, parental protoplasts were suitable for electrofusion 1–12 h after isolation.
The electrophysiological properties of electrofused giant protoplasts could be analyzed by the whole-cell patch
clamp technique. The area-specific membrane capacitance (0.66±0.07 µF/cm2
) and conductance (23–44 µS/cm2
)
of giant protoplasts were consistent with the corresponding data for parental protoplasts. Measurements with
fluorescein-filled patch pipettes allowed to exclude any internal compartmentalisation of giant protoplasts by
plasma membranes, since uniform (diffusion-controlled) dye uptake was only observed in the whole-cell
configuration, but not in the cell-attached formation. The homogeneous structure of giant protoplasts was further
confirmed by the observation that no plasma membrane associated fluorescence was seen in the interior of giant
cells after electrofusion of protoplasts expressing the light-activated cation channel Channelrhodopsin-2 (ChR2)
linked to yellow fluorescent protein (YFP). Patch clamp analysis of the heterologously expressed ChR2-YFP
showed typical blue light dependent, inwardly-directed currents for both electrofused giant and parental
protoplasts. Most importantly, neither channel characteristics nor channel expression density was altered by
electric field treatment. Summarising, multi-cell electrofusion increases considerably the absolute number of
membrane proteins accessible in patch clamp experiments, thus presumably providing a convenient tool for the
biophysical investigation of low-signal transporters and channels
Thereby two different preparation strategies were evaluated with a focus on size distribution and “patchability”
of electrofused protoplasts. In general, parental protoplasts were suitable for electrofusion 1–12 h after isolation.
The electrophysiological properties of electrofused giant protoplasts could be analyzed by the whole-cell patch
clamp technique. The area-specific membrane capacitance (0.66±0.07 µF/cm2
) and conductance (23–44 µS/cm2
)
of giant protoplasts were consistent with the corresponding data for parental protoplasts. Measurements with
fluorescein-filled patch pipettes allowed to exclude any internal compartmentalisation of giant protoplasts by
plasma membranes, since uniform (diffusion-controlled) dye uptake was only observed in the whole-cell
configuration, but not in the cell-attached formation. The homogeneous structure of giant protoplasts was further
confirmed by the observation that no plasma membrane associated fluorescence was seen in the interior of giant
cells after electrofusion of protoplasts expressing the light-activated cation channel Channelrhodopsin-2 (ChR2)
linked to yellow fluorescent protein (YFP). Patch clamp analysis of the heterologously expressed ChR2-YFP
showed typical blue light dependent, inwardly-directed currents for both electrofused giant and parental
protoplasts. Most importantly, neither channel characteristics nor channel expression density was altered by
electric field treatment. Summarising, multi-cell electrofusion increases considerably the absolute number of
membrane proteins accessible in patch clamp experiments, thus presumably providing a convenient tool for the
biophysical investigation of low-signal transporters and channels
Being translated, please wait..
ยักษ์ของ Saccharomyces cerevisiae ~ i 10 – 35 µขนาดเส้นผ่าศูนย์กลางถูกสร้างขึ้นโดย electrofusion เซลล์หลาย
จึงแตกต่างกันสองกลยุทธ์การเตรียมประเมินโดยมุ่งเน้นการกระจายขนาดและ " patchability "
ของ electrofused พลาสต์ . โดยทั่วไปพบพ่อแม่ที่เหมาะสมสำหรับ electrofusion 1 – 12 H
หลังจากแยกการศึกษาคุณสมบัติของเอนไซม์ electrofused ยักษ์สามารถวิเคราะห์โดยทั้งเซลล์ปะ
ยึดเทคนิค . พื้นที่เฉพาะแผ่นความจุ ( 0.66 ± 0.07 µ F / cm2
) และความนำ ( 23 – 44 µ S / cm2
)
เลสยักษ์ที่สอดคล้องกับข้อมูลที่สอดคล้องกันเพื่อพบผู้ปกครอง วัดกับ
ี่เต็มปะปิเปตอนุญาตให้ยกเว้นใด ๆภายใน compartmentalisation เลสยักษ์
พลาสมาเมมเบรน เนื่องจากเครื่องแบบ ( ควบคุมการกระจาย ) สีเท่านั้นที่พบในการตั้งค่าเซลล์
ทั้งหมด แต่ไม่ได้อยู่ในเซลล์ที่ก่อตัว โครงสร้างของเอนไซม์ต่อ
ยักษ์เป็นเนื้อเดียวกันยืนยันโดยการสังเกตว่า การเกี่ยวข้องไม่มีเยื่อหุ้มเซลล์ที่เห็นอยู่ภายในเซลล์ยักษ์
หลังจาก electrofusion เลสแสดงแสงใช้งานในช่อง channelrhodopsin-2 ( chr2 )
เชื่อมโยงกับโปรตีนเรืองแสงสีเหลือง ( yfp ) การวิเคราะห์แคลมป์แพทช์ของ heterologously แสดง chr2 yfp
พบโดยทั่วไปขึ้นอยู่กับสีฟ้าอ่อน ,เข้ามากำกับกระแสทั้ง electrofused ยักษ์และพบผู้ปกครอง
ที่สำคัญที่สุด หรือช่อง หรือการแสดงออกลักษณะความหนาแน่นช่องถูกเปลี่ยนแปลงโดย
สนามไฟฟ้าการรักษา สรุปหลายเซลล์ electrofusion เพิ่มขึ้นมากจำนวนแน่นอนของ
เมมเบรนโปรตีนสามารถเข้าถึงได้ใน Patch Clamp การทดลองจึงสันนิษฐานให้เครื่องมือที่สะดวกสำหรับ
การตรวจสอบทางชีวกายภาพของตัวสัญญาณต่ำ และช่อง
จึงแตกต่างกันสองกลยุทธ์การเตรียมประเมินโดยมุ่งเน้นการกระจายขนาดและ " patchability "
ของ electrofused พลาสต์ . โดยทั่วไปพบพ่อแม่ที่เหมาะสมสำหรับ electrofusion 1 – 12 H
หลังจากแยกการศึกษาคุณสมบัติของเอนไซม์ electrofused ยักษ์สามารถวิเคราะห์โดยทั้งเซลล์ปะ
ยึดเทคนิค . พื้นที่เฉพาะแผ่นความจุ ( 0.66 ± 0.07 µ F / cm2
) และความนำ ( 23 – 44 µ S / cm2
)
เลสยักษ์ที่สอดคล้องกับข้อมูลที่สอดคล้องกันเพื่อพบผู้ปกครอง วัดกับ
ี่เต็มปะปิเปตอนุญาตให้ยกเว้นใด ๆภายใน compartmentalisation เลสยักษ์
พลาสมาเมมเบรน เนื่องจากเครื่องแบบ ( ควบคุมการกระจาย ) สีเท่านั้นที่พบในการตั้งค่าเซลล์
ทั้งหมด แต่ไม่ได้อยู่ในเซลล์ที่ก่อตัว โครงสร้างของเอนไซม์ต่อ
ยักษ์เป็นเนื้อเดียวกันยืนยันโดยการสังเกตว่า การเกี่ยวข้องไม่มีเยื่อหุ้มเซลล์ที่เห็นอยู่ภายในเซลล์ยักษ์
หลังจาก electrofusion เลสแสดงแสงใช้งานในช่อง channelrhodopsin-2 ( chr2 )
เชื่อมโยงกับโปรตีนเรืองแสงสีเหลือง ( yfp ) การวิเคราะห์แคลมป์แพทช์ของ heterologously แสดง chr2 yfp
พบโดยทั่วไปขึ้นอยู่กับสีฟ้าอ่อน ,เข้ามากำกับกระแสทั้ง electrofused ยักษ์และพบผู้ปกครอง
ที่สำคัญที่สุด หรือช่อง หรือการแสดงออกลักษณะความหนาแน่นช่องถูกเปลี่ยนแปลงโดย
สนามไฟฟ้าการรักษา สรุปหลายเซลล์ electrofusion เพิ่มขึ้นมากจำนวนแน่นอนของ
เมมเบรนโปรตีนสามารถเข้าถึงได้ใน Patch Clamp การทดลองจึงสันนิษฐานให้เครื่องมือที่สะดวกสำหรับ
การตรวจสอบทางชีวกายภาพของตัวสัญญาณต่ำ และช่อง
Being translated, please wait..
Other languages
The translation tool support: Afrikaans, Albanian, Amharic, Arabic, Armenian, Azerbaijani, Basque, Belarusian, Bengali, Bosnian, Bulgarian, Catalan, Cebuano, Chichewa, Chinese, Chinese Traditional, Corsican, Croatian, Czech, Danish, Detect language, Dutch, English, Esperanto, Estonian, Filipino, Finnish, French, Frisian, Galician, Georgian, German, Greek, Gujarati, Haitian Creole, Hausa, Hawaiian, Hebrew, Hindi, Hmong, Hungarian, Icelandic, Igbo, Indonesian, Irish, Italian, Japanese, Javanese, Kannada, Kazakh, Khmer, Kinyarwanda, Klingon, Korean, Kurdish (Kurmanji), Kyrgyz, Lao, Latin, Latvian, Lithuanian, Luxembourgish, Macedonian, Malagasy, Malay, Malayalam, Maltese, Maori, Marathi, Mongolian, Myanmar (Burmese), Nepali, Norwegian, Odia (Oriya), Pashto, Persian, Polish, Portuguese, Punjabi, Romanian, Russian, Samoan, Scots Gaelic, Serbian, Sesotho, Shona, Sindhi, Sinhala, Slovak, Slovenian, Somali, Spanish, Sundanese, Swahili, Swedish, Tajik, Tamil, Tatar, Telugu, Thai, Turkish, Turkmen, Ukrainian, Urdu, Uyghur, Uzbek, Vietnamese, Welsh, Xhosa, Yiddish, Yoruba, Zulu, Language translation.
- Her sincere smile
- Vandalisme ini bukanlah satu isu baru di
- want feel your body close my
- The parents received oral health educati
- Reset All
- AñadirAñadir a la lista de reproducciónO
- PřidatPřidat do seznamu skladebPokročilé
- Subtítulos Player App luz. Habilitar sub
- (1) when the child was 6 months old
- By Date
- The parents re-ceived oral health educat
- Vandalisme ini bukanlah satu isu baru di
- Duration
- 日付
- Subtítulos Player App luz. Habilitar sub
- PřidatPřidat do seznamu skladebPokročilé
- Vandalisme ini bukanlah satu isu baru di
- Her smile
- Vandalisme ini bukanlah satu isu baru di
- Next
- received
- Her pure smile
- AñadirAñadir a la lista de reproducciónO
- PřidatPřidat do seznamu skladebPokročilé
