1. IntroductionThe soybean cyst nem

1. Introduction
The soybean cyst nematode (SCN), Heterodera glycines, is a plant-parasitic nematode and a destructive pest of soybean worldwide ( Monson and Schmitt, 2004). The life cycle of the SCN has three stages: egg, juvenile, and adult. Soybeans are infected by the second-stage juveniles (J2s), the microscopic colorless worm stage that penetrates the roots with a stylet. After invading the roots, the nematodes migrate towards the vascular tissue where they feed and develop. Feeding causes changes in internal root structure and interferes with normal root function, causing plant disease ( Lambert and Bekal, 2002). Approximately three weeks after infection, under optimum conditions (soil temperatures at 27–29 °C), female juveniles that are fertilized by males grow into mature females. The enlarged females burst through the root surface and lay eggs in a jelly like mass attached to their posterior end, retaining about two-thirds of the eggs within their swollen bodies. After the female dies, the cuticle becomes melanized to form a brown cyst that encloses approximately 200–400 eggs. The cysts protect the eggs from desiccation, chemicals, predators, and some parasites ( Duan et al., 2009). The SCN is able to tolerate various environmental stresses, especially low temperature, primarily due to protection of eggs within the cysts.

The SCN causes the greatest yield loss worldwide of any disease or pest of soybean, with losses in the United States alone estimated at 1 billion US dollars annually (Riggs, 2004 and Arelli and Wang, 2008). Various strategies have been employed to suppress the damage caused by the SCN (Porter et al., 2001). These include crop rotation and other cultural practices, resistant cultivars, and nematicides (Koenning et al., 1993, Riggs and Schuster, 1998, Schmitt, 1991, Young and Hartwig, 1992, Young, 1998a and Young, 1998b). Ross (1962) reported that crop rotation with non-hosts of the SCN such as corn (Zea mays), wheat (Triticum aestivum), or grain sorghum (Sorghum bicolor) was an effective management strategy. However, resistant cultivars are costly to produce and the SCN may evolve resistance within a short period of time ( Zheng and Chen, 2011). While a number of highly effective chemical nematicides, including fumigants and non-fumigants, have been deployed over the past 30 years, the most effective compounds (e.g., methyl bromide) have been banned or restricted due to environmental and health concerns, as many are toxic to mammals, including humans. Various fungal and bacterial pathogens of nematodes have also been employed as potential biocontrol agents, with variable or limited success ( Chen and Dickson, 2012). Consequently, plant-parasitic nematodes are currently among the most difficult crop pathogens to manage and there is a great need for development of nontoxic, inexpensive, and effective control methods.

Piriformospora indica is a root endophyte that was isolated from the Thar Desert of western India ( Verma et al., 1998 and Varma et al., 1999). This fungus has growth promoting effects mimicking those of arbuscular mycorrhizal fungi ( Mishra et al., 2014 and Chadha et al., 2014) and increases biomass and yield of many plant species ( Malla et al., 2004 and Varma et al., 2014). It colonizes a wide range of plants including gymnosperms, angiosperms and orchids ( Ye et al., 2014) and improves growth through increased nutrient uptake (N and P) of the host plants ( Sherameti et al., 2005 and Yadav et al., 2010). It has also been shown to enhance the production of protective secondary metabolites like podophyllotoxins in Linum album ( Baldi et al., 2008), bacosides in Bacopa monniera ( Prasad et al., 2008a and Prasad et al., 2013), and curcumin and volatile oils in Curcuma longa ( Bajaj et al., 2014). All these compounds may induce local and systemic resistance ( Deshmukh et al., 2006), providing increased resistance to biotic stresses such as cyst nematodes and other plant pathogens as well as abiotic stresses such as acidity, heavy metals and drought ( Vadassery et al., 2009a and Vadassery et al., 2009b). The fungus has been shown to confer resistance against root and leaf fungal pathogens including Fusarium culmorum and Blumeria graminis in barley by increasing antioxidant activity ( Waller et al., 2005). It also decreased disease symptoms of F. culmorum, Pseudocercosporella herpotrichoides, and B. graminis on wheat ( Deshmukh and Kogel, 2007 and Serfling et al., 2007). Recently, Daneshkhah et al. (2013) reported that inoculation of P. indica onto Arabidopsis roots in vitro antagonized the infection and development of cyst nematodes. In this study, we tested the ability of P. indica amended to soil of soybean plants to decrease reproduction, as measured by egg density, of the SCN.

2. Materials and methods
2.1. Fungus cultivation

P. indica ATCC (204458) was cultured in potato dextrose broth with constant shaking at 100 rpm at 30 °C. The mycelium was harvested 8 days after inoculation by filtration to remove liquid media.

2.2. Preparation of soil

Field soil was collected from an agricultural field with no soybean cyst nematode infestation at the Southern Outreach and Research Station in Waseca, Minnesota, USA. Soil was mixed with 30% sand and autoclaved at 121 °C for 60 min. Mycelium of P. indica at concentrations of 2.5% (w/w) and 5% (w/w) was thoroughly mixed with soil and placed into four 16-cm-diameter clay pots. A control treatment consisting of the autoclaved soil mixture with no P. indica amendment was similarly prepared. Eight soybean seeds were surface sterilized with 0.5% NaOCl for 3 min, rinsed three times in sterile water, and sown in each pot. One week after planting, seedlings were thinned to keep only five seedlings of approximately the same size and developmental stage per pot. The pots were arranged randomly and maintained in a greenhouse with a temperature ranging from 26 °C ± 4 °C with 16 h light/8 h dark. Pots and seedlings were watered daily.

2.3. Preparation and inoculation of J2s

SCN race 3 nematodes, which were originally collected from a field at the Southern Outreach and Research Station in Waseca, Minnesota, USA, were cultured on soybean plants in sterilized soil in a greenhouse. A soil suspension containing newly formed cysts was poured into a 2-liter jug and sprayed with a strong jet of water. This suspension was allowed to settle for 5–10 s and then poured onto a 850-μm-pore (#20) sieve nested on top of a 250-μm-aperture (#60) sieve. This procedure was repeated 5 times to ensure that all cysts were collected. The cysts were then sprayed with water on the 850-μm-aperture screen to remove root debris and collected onto a 250-μm-aperture sieve. The cysts were washed from the 250-μm-aperture sieve into a 50 mL centrifuge tube with 63% (w/v) sucrose and centrifuged at 1100×g for 5 min. The cysts floating on the top of these tubes were collected into a tube mounted with a 150-μm-pore screen, and eggs were released by crushing the cysts on a 150-μm-aperture sieve with a rubber stopper mounted on a motor ( Faghihi and Ferris, 2000). The eggs were cleaned and separated from debris by centrifugation in a 38% (w/v) sucrose solution for 5 min at 1500×g to remove most of the remaining debris. The collected eggs were transferred onto a 38-μm-aperture sieve, rinsed with sterile water, treated with SCQ antibiotic solution (100 ppm streptomycin sulfate, 50 ppm chlorotetracycline, and 20 ppm 8-quinolinol) for 24 h at 4 °C. They were then placed on a 35-μm-aperture nylon cloth on a screen immersed in 4 mM ZnCl2 solution to hatch J2s. The temperature of the containers was maintained at approximately 22–24 °C. The viability and concentration of J2s was determined under an inverted microscope. Suspensions of J2s were then inoculated into approximately 5 cm deep holes dug adjacent to the root systems of each seedling with a 1 mL pipet tip. Approximately 600 juveniles per plant for a total of 3000 juveniles per pot were inoculated 1 week after planting.

2.4. Plant growth measurements

Plants were harvested 60 days after inoculation of juveniles. The plant height was measured in metric scale using a measuring tape alongside each plant. Observations were recorded in four independent replicate pots, each containing five plants. The mean of the five plants per replicate pot was calculated and used for statistical comparisons. The shoots of soybean were harvested and washed with water. The roots were washed under running tap water to remove the adhered soil. Fresh weight was recorded at harvest. Shoots and roots were then dried in a plant drier and dry weight recorded.

2.5. Chlorophyll content

Chlorophyll meter readings (SPAD values) were taken at the center of three leaves from each plant with a Konica-Minolta SPAD-502 chlorophyll meter 60 days after planting. The mean of three leaves per plant was used to calculate the average chlorophyll content for each plant. The mean chlorophyll content of all five plants in each replicate pot was then used for statistical comparisons between treatments.

2.6. Root colonization

Roots were washed in running tap water, cleaned by soaking in 10% KOH for 4 days, acidified with 1 N HCl for 5 min, and then stained with lacto-phenol cotton blue. The roots were observed under 630X optical microscope (Olympus BH2, Leeds Precision Instrument, Inc.). Estimation of percent colonization was done using the grid line-intersect method (Norris et al., 1994 and Varma and Kharkwal, 2009). Spores were counted under a stereo binocular microscope. Percentage root colonization was calculated with the formula: percent colonization = number of colonized roots × 100/number of roots observed.

2.7. Measurement of egg population density

Plants were harvested 60 days after inoculation of juveniles. The soil was thoroughly mixed, and a subsample of 100 cc soil (weight of approximately 190 g of soil ≈ 100 cc soil) was collected in a 1-liter

Results (Thai) 1:

1. บทนำในถั่วเหลืองถุงนีมาโทดา (SCN), Heterodera glycines มีนีมาโทดามีเสียงฟู่เหมือนกาฝากพืชและการทำลายศัตรูพืชของถั่วเหลืองทั่วโลก (งานมอบและ Schmitt, 2004) วงจรชีวิตของ SCN มีสามขั้นตอน: ไข่ เยาวชน และผู้ใหญ่ ถั่วเหลืองติดเชื้อ โดยที่สองระยะ juveniles (J2s), ระยะหนอนสีซีดด้วยกล้องจุลทรรศน์ที่แทรกซึมราก มี stylet เป็น หลังจากบุกรุกราก nematodes ย้ายไปยังเนื้อเยื่อสคิวที่พวกเขาเลี้ยง และพัฒนา อาหารสาเหตุการเปลี่ยนแปลงในโครงสร้างภายในราก และรบกวนรากปกติฟังก์ชัน สาเหตุของโรคพืช (Lambert และ Bekal, 2002) ประมาณ 3 สัปดาห์หลังจากการติดเชื้อ ภายใต้เงื่อนไข (ดินอุณหภูมิที่ 27 – 29 ° C), juveniles หญิงที่ปฏิสนธิ โดยชายเติบโตเป็นผู้ใหญ่หญิง หญิงขยายระเบิดผ่านผิวราก และวางไข่ในวุ้นเช่นมวลกับการสิ้นสุดหลัง รักษาประมาณสองในสามของไข่ภายในร่างกายบวม หลังจากตายหญิง กำพร้ากลายเป็น melanized แบบถุงสีน้ำตาลที่ใส่ประมาณ 200 – 400 ไข่ ซีสต์ปกป้องไข่จาก desiccation เคมีภัณฑ์ ล่า และปรสิตบาง (Duan et al., 2009) SCN สามารถทนความเครียดสิ่งแวดล้อมต่าง ๆ โดยเฉพาะอย่างยิ่งอุณหภูมิต่ำ เป็นหลักเนื่องจากการป้องกันของไข่ภายในซีสต์ได้SCN ทำมากที่สุดผลผลิตสูญเสียทั่วโลกของโรคหรือศัตรูพืชของถั่วเหลือง มีขาดทุนจากสหรัฐอเมริกาเพียงอย่างเดียวประมาณที่ 1 พันล้านดอลลาร์ต่อปี (Riggs, 2004 และ Arelli และ วัง 2008) กลยุทธ์ต่าง ๆ ได้รับการว่าจ้างการระงับความเสียหายที่เกิดจาก SCN (กระเป๋าและ al., 2001) ปลูกพืชหมุนเวียน และอื่น ๆ ปฏิบัติวัฒนธรรม พันธุ์ทน และ nematicides (Koenning et al., 1993, Riggs และ Schuster, 1998, Schmitt, 1991 หนุ่มและ Hartwig, 1992 หนุ่ม 1998a และ หนุ่ม 1998b) รอสส์ (1962) รายงานว่า ปลูกพืชหมุนเวียน มีไม่โฮสต์ของ SCN เช่นข้าวโพด (ซี mays), ข้าวสาลี (Triticum aestivum), หรือเมล็ดข้าวฟ่าง (ข้าวฟ่าง bicolor) เป็นกลยุทธ์การจัดการที่มีประสิทธิภาพ อย่างไรก็ตาม พันธุ์ทนเป็นค่าใช้จ่ายในการผลิต และ SCN อาจพัฒนาความต้านทานภายในระยะเวลาสั้น ๆ ของเวลา (เจิ้งและเฉิน 2011) ในขณะที่มีการใช้หมายเลขของ nematicides เคมีมีประสิทธิภาพสูง fumigants และไม่-fumigants, 30 ปีผ่านมา สารมีประสิทธิภาพสูงสุด (เช่น โบรไมด์ methyl) ถูกห้าม หรือจำกัดครบกำหนดสิ่งแวดล้อม และสุขภาพกังวล มากที่สุดคือพิษการเลี้ยงลูกด้วยนม รวมทั้งมนุษย์ ยังมีการจ้างต่าง ๆ เชื้อแบคทีเรีย และเชื้อราโรคของ nematodes เป็น biocontrol แทนมีศักยภาพ กับตัวแปร หรือจำกัดความสำเร็จ (เฉินและดิ๊กสัน 2012) ดังนั้น nematodes เสียงฟู่เหมือนกาฝากพืชปัจจุบันมีโรคพืชยากที่สุดในการจัดการ และมีการพัฒนาวิธีการควบคุมพิษทั้ง ไม่แพง และมีประสิทธิภาพต้องดีPiriformospora indica เป็น endophyte รากที่ถูกแยกจากทะเลทรายธาร์อินเดียตะวันตก (al. Verma ร้อยเอ็ด 1998 และ Varma et al., 1999) เชื้อรานี้มีลักษณะ mimicking ของ arbuscular เชื้อรา mycorrhizal (มิชราเกส์ et al., 2014 และ Chadha et al., 2014) ส่งเสริมการเจริญเติบโต และเพิ่มชีวมวลและผลผลิตของพืชหลายชนิด (al. et มัลลา 2004 และ Varma et al., 2014) Colonizes หลากหลายของพืช gymnosperms, angiosperms และกล้วยไม้ (Ye et al., 2014) และเพิ่มการเจริญเติบโตผ่านการดูดซับธาตุอาหารเพิ่มขึ้น (N และ P) ของพืชโฮสต์ (Sherameti et al., 2005 และ Yadav et al., 2010) จะมีการแสดงเพื่อเพิ่มประสิทธิภาพการผลิตของ metabolites รองป้องกันเช่น podophyllotoxins ในอัลบั้ม Linum (เพียง et al., 2008), bacosides monniera Bacopa (al. et โกอี 2008a และโกอี et al., 2013), และเคอร์คูมินและน้ำมันหอมระเหยในขมิ้นชัน (Bajaj et al., 2014) ทั้งหมดที่สารเหล่านี้อาจก่อให้เกิดการต้านทานภายในเครื่อง และระบบ (ศเทศมุขและ al., 2006), ให้เพิ่มความต้านทานต่อความเครียด biotic เช่นถุง nematodes และอื่น ๆ พืชโรคตลอดจนเครียด abiotic มี โลหะหนัก และภัยแล้ง (Vadassery et al., 2009a และ Vadassery et al., 2009b) เชื้อราได้รับการแสดงเพื่อประสาทความต้านทานต่อราก และใบโรคเชื้อรารวมทั้ง Fusarium culmorum และ Blumeria graminis ในข้าวบาร์เลย์ โดยการเพิ่มกิจกรรมการต้านอนุมูลอิสระ (วอลเลอร์ et al., 2005) นอกจากนี้ยังลดลงอาการโรคของ F. culmorum, Pseudocercosporella herpotrichoides และ graminis เกิดในข้าวสาลี (ศเทศมุข และ Kogel, 2007 และ Serfling et al., 2007) ล่าสุด Daneshkhah et al. (2013) รายงานว่า inoculation indica P. บนราก Arabidopsis ใน antagonized การติดเชื้อและพัฒนาถุง nematodes ในการศึกษานี้ เราทดสอบความสามารถของ P. indica แก้ไขในดินของพืชถั่วเหลืองลดการสืบพันธุ์ วัดจากความหนาแน่นไข่ ของ SCN2. วัสดุและวิธีการ2.1. เชื้อราเพาะปลูกP. indica ATCC (204458) มีอ่างในมันฝรั่งซุปขึ้นกับการสั่นคงที่ที่ 100 รอบต่อนาทีที่ 30 องศาเซลเซียส Mycelium ถูกเก็บเกี่ยววัน 8 หลัง inoculation โดยกรองเอาสื่อของเหลว2.2 การเตรียมดินฟิลด์ดินรวบรวมจากฟิลด์การเกษตรด้วยไม่รบกวนนีมาโทดาถุงถั่วที่ภาคสนามภาคใต้สถานีวิจัยใน Waseca มินเนโซต้า สหรัฐอเมริกา ดินที่ผสมกับทราย 30% และ autoclaved ที่ 121 ° C สำหรับ 60 นาที indica Mycelium P. ที่ความเข้มข้น 2.5% (w/w) และ 5% (w/w) อย่างละเอียดผสมกับดิน และวางลงในหม้อดินเหนียว 16-ซม.เส้นผ่าศูนย์กลาง 4 ในทำนองเดียวกันมีเตรียมการรักษาควบคุมที่ประกอบด้วยส่วนผสมดิน autoclaved กับ P. ไม่แก้ไข indica เมล็ดถั่วเหลือง 8 ถูกผิว sterilized 0.5% NaOCl ใน 3 นาที rinsed สามครั้งในกระบอกน้ำ และหว่านในกระถางแต่ละ หนึ่งสัปดาห์หลังปลูก กล้าไม้ได้ thinned เพื่อให้กล้าไม้ 5 เท่าประมาณขนาดเดียวกันและพัฒนาขั้นต่อหม้อ หม้อถูกจัดเรียงแบบสุ่ม และรักษาในเรือนกระจกที่ มีไข้ตั้งแต่ 26 ° C ± 4 ° C กับ 16 h ไฟ/8 h สีดำ กระถางและกล้าไม้ที่มีผู้บริการ2.3. เตรียมและ inoculation J2sSCN race 3 nematodes, which were originally collected from a field at the Southern Outreach and Research Station in Waseca, Minnesota, USA, were cultured on soybean plants in sterilized soil in a greenhouse. A soil suspension containing newly formed cysts was poured into a 2-liter jug and sprayed with a strong jet of water. This suspension was allowed to settle for 5–10 s and then poured onto a 850-μm-pore (#20) sieve nested on top of a 250-μm-aperture (#60) sieve. This procedure was repeated 5 times to ensure that all cysts were collected. The cysts were then sprayed with water on the 850-μm-aperture screen to remove root debris and collected onto a 250-μm-aperture sieve. The cysts were washed from the 250-μm-aperture sieve into a 50 mL centrifuge tube with 63% (w/v) sucrose and centrifuged at 1100×g for 5 min. The cysts floating on the top of these tubes were collected into a tube mounted with a 150-μm-pore screen, and eggs were released by crushing the cysts on a 150-μm-aperture sieve with a rubber stopper mounted on a motor ( Faghihi and Ferris, 2000). The eggs were cleaned and separated from debris by centrifugation in a 38% (w/v) sucrose solution for 5 min at 1500×g to remove most of the remaining debris. The collected eggs were transferred onto a 38-μm-aperture sieve, rinsed with sterile water, treated with SCQ antibiotic solution (100 ppm streptomycin sulfate, 50 ppm chlorotetracycline, and 20 ppm 8-quinolinol) for 24 h at 4 °C. They were then placed on a 35-μm-aperture nylon cloth on a screen immersed in 4 mM ZnCl2 solution to hatch J2s. The temperature of the containers was maintained at approximately 22–24 °C. The viability and concentration of J2s was determined under an inverted microscope. Suspensions of J2s were then inoculated into approximately 5 cm deep holes dug adjacent to the root systems of each seedling with a 1 mL pipet tip. Approximately 600 juveniles per plant for a total of 3000 juveniles per pot were inoculated 1 week after planting.2.4 วัดการเจริญเติบโตพืชพืชเก็บเกี่ยว 60 วันหลังจาก inoculation juveniles ความสูงของพืชถูกวัดในระบบเมตริกโดยใช้เทปวัดควบคู่ไปกับพืชแต่ละ สังเกตบันทึกในกระถางอิสระ replicate สี่ มีพืช 5 ค่าเฉลี่ยของพืช 5 ต่อหม้อ replicate คำนวณ และใช้สถิติเปรียบเทียบ ยอดของถั่วเหลืองเก็บเกี่ยว และล้าง ด้วยน้ำ รากถูกล้างภายใต้การใช้น้ำประปาเอาดิน adhered บันทึกน้ำหนักสดที่เก็บเกี่ยว ยอดและรากอยู่แล้วแห้งในโรงงานแห้ง และแห้งน้ำหนักบันทึก2.5. เนื้อหาคลอโรฟิลล์คลอโรฟิลล์มิเตอร์ (ค่าค่า) ได้นำของสามใบจากแต่ละโรงงาน มีเครื่องจำหน่ายเครื่องถ่ายเอกสาร Minolta ค่า 502 คลอโรฟิลล์วัด 60 วันหลังปลูก ค่าเฉลี่ยของสามใบต่อพืชถูกใช้เพื่อคำนวณเนื้อหาของคลอโรฟิลล์เฉลี่ยแต่ละโรงงาน เนื้อหาหมายถึงคลอโรฟิลล์ของพืชทั้งหมดห้าในแต่ละกระถาง replicate แล้วใช้สำหรับเปรียบเทียบทางสถิติระหว่างการรักษา2.6. รากสนามรากถูกล้างในการทำน้ำประปา ทำความสะอาด โดยแช่ใน 10% เกาะ 4 วัน acidified ด้วย 1 N HCl สำหรับ 5 นาที แล้ว สีกับ lacto-วางผ้าฝ้ายสีน้ำเงิน รากสุภัคต่ำกว่า 630 X แสงกล้องจุลทรรศน์ (โอลิมปัส BH2 ลีดส์ความแม่นยำเครื่องมือ Inc.) ทำการประเมินร้อยละสนามโดยใช้ตารางบรรทัดอินวิธี (al. et นอร์ริส 1994 และ Varma และ Kharkwal, 2009) เพาะเฟิร์นถูกนับภายใต้กล้องจุลทรรศน์สเตอริโอส่องทางไกล สนามรากเปอร์เซ็นต์ถูกคำนวณ ด้วยสูตร: สนามร้อยละ =จำนวนของรากยึดครอง× 100/จำนวน รากที่สังเกต2.7 การวัดความหนาแน่นประชากรไข่พืชเก็บเกี่ยว 60 วันหลังจาก inoculation juveniles มีผสมดินอย่างละเอียด และ subsample ของ 100 cc ดิน (น้ำหนักประมาณ 190 กรัมของดิน≈ 100 cc ดิน) รวบรวมใน 1 ลิตร

Results (Thai) 2:

1.
บทนำถุงถั่วเหลืองไส้เดือนฝอย(SCN) Heterodera Glycines เป็นไส้เดือนฝอยพืชกาฝากและทำลายศัตรูพืชถั่วเหลืองทั่วโลก (มอนสันและมิต, 2004) วงจรชีวิตของ SCN มีสามขั้นตอน: ไข่เด็กและเยาวชนและผู้ใหญ่ ถั่วเหลืองมีการติดเชื้อจากระยะของช่วงที่สอง (J2s) ที่เวทีกล้องจุลทรรศน์หนอนสีที่จะเข้าสู่รากกับ stylet หลังจากการบุกรุกรากที่ไส้เดือนฝอยโยกย้ายไปสู่เนื้อเยื่อหลอดเลือดที่พวกเขาเลี้ยงและพัฒนา การกินอาหารที่ทำให้เกิดการเปลี่ยนแปลงในโครงสร้างรากภายในและรบกวนการทำงานของรากปกติที่ก่อให้เกิดโรคพืช (แลมเบิร์และ Bekal, 2002) ประมาณสามสัปดาห์หลังจากการติดเชื้อภายใต้สภาวะที่เหมาะสม (อุณหภูมิดินที่ 27-29 ° C) เยาวชนหญิงที่ได้รับการปฏิสนธิโดยเพศชายเพศหญิงเติบโตเป็นผู้ใหญ่ หญิงขยายออกมาผ่านพื้นผิวรากและวางไข่ในวุ้นเหมือนมวลที่ติดอยู่กับปลายด้านหลังของพวกเขา, การรักษาประมาณสองในสามของไข่ภายในร่างกายบวมของพวกเขา หลังจากที่หญิงตายหนังกำพร้ากลายเป็น melanized ในรูปแบบถุงสีน้ำตาลที่ล้อมรอบประมาณ 200-400 ไข่ ซีสต์ปกป้องไข่จากผึ่งให้แห้ง, สารเคมี, ล่าและปรสิตบางคน (Duan et al., 2009) SCN สามารถที่จะทนต่อความเครียดสิ่งแวดล้อมต่างๆโดยเฉพาะอย่างยิ่งที่อุณหภูมิต่ำเนื่องจากการป้องกันของไข่ที่อยู่ในซีสต์. SCN ที่ทำให้เกิดการสูญเสียผลตอบแทนที่ยิ่งใหญ่ที่สุดทั่วโลกของโรคใด ๆ หรือศัตรูพืชของถั่วเหลืองที่มีการสูญเสียในสหรัฐอเมริกาประมาณเพียงอย่างเดียว ณ วันที่ 1 พันล้านดอลลาร์สหรัฐต่อปี (ริกส์ปี 2004 และ Arelli และวัง, 2008) กลยุทธ์ต่าง ๆ ได้รับการว่าจ้างในการปราบปรามความเสียหายที่เกิดจากการ SCN (พอร์เตอร์ et al., 2001) เหล่านี้รวมถึงการปลูกพืชหมุนเวียนและการปฏิบัติทางวัฒนธรรมอื่น ๆ , พันธุ์ต้านทานและสารเคมี (Koenning et al., 1993 ริกส์แอนด์ชูสเตอร์, ปี 1998 มิต 1991 หนุ่มและ Hartwig 1992 หนุ่ม 1998 และหนุ่ม 1998b) รอสส์ (1962) รายงานว่าการปลูกพืชหมุนเวียนกับครอบครัวที่ไม่ใช่ของ SCN เช่นข้าวโพด (Zea mays) ข้าวสาลี (Triticum aestivum) หรือข้าวฟ่าง (ข้าวฟ่าง) เป็นกลยุทธ์การจัดการที่มีประสิทธิภาพ แต่สายพันธุ์ที่ทนต่อการมีค่าใช้จ่ายในการผลิตและ SCN อาจทำให้เกิดความต้านทานภายในระยะเวลาสั้น ๆ ของเวลา (เจิ้งเหอและเฉิน 2011) ในขณะที่จำนวนของสารเคมีสารเคมีที่มีประสิทธิภาพสูงรวมทั้งรมและไม่รมได้รับการใช้งานที่ผ่านมา 30 ปีที่ผ่านมาสารที่มีประสิทธิภาพสูงสุด (เช่นโบรไมด์เมธิล) ได้รับการห้ามหรือ จำกัด อันเนื่องมาจากความกังวลด้านสิ่งแวดล้อมและสุขภาพเป็นจำนวนมาก เป็นพิษต่อสัตว์รวมทั้งมนุษย์ เชื้อโรคเชื้อราและแบคทีเรียต่างๆของไส้เดือนฝอยยังได้รับการว่าจ้างให้เป็นตัวแทนควบคุมทางชีวภาพที่อาจเกิดขึ้นกับตัวแปรหรือ จำกัด ประสบความสำเร็จ (เฉินและดิกสัน 2012) ดังนั้นไส้เดือนฝอยพืชปรสิตอยู่ในขณะนี้ในหมู่เชื้อโรคพืชที่ยากที่สุดในการจัดการและมีความจำเป็นอย่างยิ่งสำหรับการพัฒนาของปลอดสารพิษราคาไม่แพงและมีประสิทธิภาพวิธีการควบคุม. indica Piriformospora เป็น endophyte รากที่แยกได้จากทะเลทรายธาร์ทางตะวันตกของอินเดีย (Verma et al., 1998 และวาร์ et al., 1999) เชื้อรานี้มีการเจริญเติบโตของผลกระทบการส่งเสริมการลอกเลียนแบบเหล่านั้นของเชื้อรา Arbuscular mycorrhizal (Mishra et al., 2014 และ Chadha et al., 2014) และเพิ่มมวลชีวภาพและผลผลิตของพืชหลายชนิด (Malla et al., 2004 และวาร์ et al., 2014 ) มันอาณานิคมหลากหลายของพืชรวมทั้งพืชเมล็ดเปลือย, Angiosperms และกล้วยไม้ (Ye et al., 2014) และช่วยเพิ่มการเจริญเติบโตผ่านการดูดซึมสารอาหารที่เพิ่มขึ้น (ยังไม่มีและ P) ของพืช (Sherameti et al., 2005 และดัฟ et al., 2010) ก็ยังได้รับการแสดงเพื่อเพิ่มการผลิตสารทุติยภูมิป้องกันเช่น podophyllotoxins ในอัลบั้ม Linum (Baldi et al., 2008) bacosides ใน Bacopa monniera (ปรา et al., 2008a และปรา et al., 2013) และขมิ้นชันและ น้ำมันหอมระเหยในขมิ้นชัน (Bajaj et al., 2014) สารทั้งหมดเหล่านี้อาจก่อให้เกิดความต้านทานท้องถิ่นและระบบ (Deshmukh et al., 2006) การให้ความต้านทานความเครียดเพิ่มขึ้นเป็นสิ่งมีชีวิตเช่นไส้เดือนฝอยถุงและพืชอื่น ๆ เชื้อโรคเช่นเดียวกับความเครียด abiotic เช่นความเป็นกรดโลหะหนักและภัยแล้ง (Vadassery et al, , 2009a และ Vadassery et al., 2009b) เชื้อราได้รับการแสดงเพื่อให้คำปรึกษาความต้านทานต่อรากและใบเชื้อโรคเชื้อรา Fusarium รวมทั้ง culmorum และ Blumeria graminis ในข้าวบาร์เลย์โดยการเพิ่มสารต้านอนุมูลอิสระ (เฉไฉ et al., 2005) นอกจากนี้ยังลดลงอาการของโรคของเอฟ culmorum, Pseudocercosporella herpotrichoides และบี graminis ข้าวสาลี (Deshmukh และ Kogel 2007 และ Serfling et al., 2007) เมื่อเร็ว ๆ นี้ Daneshkhah et al, (2013) รายงานการฉีดวัคซีนของ indica พีที่ลงราก Arabidopsis ในหลอดทดลอง antagonized การติดเชื้อและการพัฒนาของไส้เดือนฝอยถุง ในการศึกษานี้เราได้ทดสอบความสามารถของพี indica แก้ไขดินของพืชถั่วเหลืองเพื่อลดการทำสำเนาเป็นวัดโดยความหนาแน่นของไข่ของ SCN. 2 วัสดุและวิธีการ2.1 การเพาะปลูกเชื้อราพี indica ATCC (204,458) ได้รับการเพาะเลี้ยงในน้ำซุปมันฝรั่งที่มีเดกซ์โทรสคงเขย่าที่ 100 รอบต่อนาทีที่อุณหภูมิ 30 องศาเซลเซียส เส้นใยเก็บเกี่ยว 8 วันหลังจากการฉีดวัคซีนโดยการกรองเพื่อเอาของเหลวสื่อ. 2.2 การเตรียมดินดินสนามที่ถูกเก็บรวบรวมจากการเกษตรที่ไม่มีถุงถั่วเหลืองรบกวนไส้เดือนฝอยที่ภาคใต้บริการวิชาการและสถานีวิจัยวาเซมินนิโซตาสหรัฐอเมริกา ดินผสมกับทราย 30% และเบาที่ 121 องศาเซลเซียสเป็นเวลา 60 นาที เส้นใยของ indica พีที่ระดับความเข้มข้น 2.5% (w / w) และ 5% (w / w) ได้รับการผสมกับดินและวางลงในสี่ 16 เซนติเมตรเส้นผ่าศูนย์กลางหม้อดิน การรักษาควบคุมประกอบด้วยส่วนผสมของดินเบาที่ไม่มีการแก้ไข indica พีถูกจัดทำขึ้นในทำนองเดียวกัน แปดเมล็ดถั่วเหลืองพื้นผิวที่ผ่านการฆ่าเชื้อด้วย 0.5% NaOCl เป็นเวลา 3 นาทีล้างสามครั้งในน้ำหมันและหว่านในแต่ละหม้อ หนึ่งสัปดาห์หลังจากปลูกต้นกล้าถูกบางตาเพื่อให้เพียงห้าต้นกล้าประมาณขนาดเดียวกันและขั้นตอนการพัฒนาต่อกระถาง หม้อถูกจัดแบบสุ่มและเก็บรักษาไว้ในเรือนกระจกที่มีอุณหภูมิตั้งแต่ 26 องศาเซลเซียส± 4 ° C ที่มีแสง 16 ชั่วโมง / 8 ชั่วโมงที่มืด หม้อและต้นกล้าถูกรดน้ำทุกวัน. 2.3 การเตรียมและการฉีดวัคซีนของ J2s SCN แข่งขัน 3 ไส้เดือนฝอยที่ถูกเก็บรวบรวมจากสนามเดิมที่ภาคใต้บริการวิชาการและสถานีวิจัยวาเซมินนิโซตาสหรัฐอเมริกาเพาะเลี้ยงพืชถั่วเหลืองในดินฆ่าเชื้อในเรือนกระจก ระงับดินที่มีซีสต์ที่จัดตั้งขึ้นใหม่ถูกเทลงในเหยือก 2 ลิตรและพ่นด้วยเครื่องบินเจ็ตที่แข็งแกร่งของน้ำ ระงับการนี้ได้รับอนุญาตให้ชำระสำหรับ 5-10 และแล้วเทลงบน 850 ไมครอนรูขุมขน (# 20) ตะแกรงซ้อนด้านบนของ 250 ไมโครเมตร-รูรับแสง (# 60) ตะแกรง ขั้นตอนนี้ซ้ำ 5 ครั้งเพื่อให้แน่ใจว่าซีสต์ทั้งหมดถูกเก็บรวบรวม ซีสต์ที่ได้รับการฉีดพ่นแล้วด้วยน้ำบนหน้าจอ 850 ไมครอน-รูรับแสงจะเอาเศษรากและรวบรวมลงบนตะแกรง 250 ไมโครเมตร-รูรับแสง ซีสต์ถูกล้างจากตะแกรง 250 ไมโครเมตร-รูรับแสงลงในหลอด centrifuge 50 มล 63% (w / v) ซูโครสและหมุนเหวี่ยงที่ 1100 ×กรัมเป็นเวลา 5 นาที ซีสต์ที่ลอยอยู่ด้านบนของหลอดเหล่านี้ถูกเก็บลงในหลอดที่ติดตั้งอยู่กับหน้าจอ 150 ไมโครเมตรรูขุมขนและไข่ได้รับการปล่อยตัวโดยเด็ดขาดซีสต์บนตะแกรง 150 ไมโครเมตร-รูรับแสงที่มีจุกยางติดตั้งอยู่บนมอเตอร์ (Faghihi และชิงช้าสวรรค์, 2000) ไข่ที่ได้รับการทำความสะอาดและแยกออกจากเศษโดยการหมุนเหวี่ยงใน 38% (w / v) สารละลายน้ำตาลซูโครสเป็นเวลา 5 นาทีที่ 1500 × g เพื่อลบมากที่สุดของเศษซากที่เหลือ ไข่ที่เก็บได้ถูกโอนไปยังตะแกรง 38 ไมครอน-รูรับแสงล้างด้วยน้ำหมันรับการรักษาด้วยวิธีการแก้ปัญหายาปฏิชีวนะ SCQ (ซัลเฟต streptomycin 100 ppm 50 ppm chlorotetracycline และ 20 ppm 8 quinolinol) เป็นเวลา 24 ชั่วโมงที่อุณหภูมิ 4 องศาเซลเซียส พวกเขาได้รับอยู่แล้วใน 35 ไมโครเมตร-รูรับแสงผ้าไนลอนบนหน้าจอแช่ใน 4 มิลลิ ZnCl2 วิธีการแก้ปัญหาที่จะฟัก J2s อุณหภูมิของภาชนะบรรจุที่ได้รับการเก็บรักษาไว้ที่ประมาณ 22-24 องศาเซลเซียส ศักยภาพและความเข้มข้นของ J2s ถูกกำหนดภายใต้กล้องจุลทรรศน์คว่ำ แขวนลอยของ J2s ถูกเชื้อแล้วลงประมาณ 5 ซม. ลึกหลุมขุดที่อยู่ติดกับระบบรากของต้นกล้าแต่ละคนมี 1 มิลลิลิตรปลายปิเปต หนุ่มสาวประมาณ 600 ต่อต้นรวมเป็น 3000 หนุ่มสาวต่อกระถางถูกเชื้อ 1 สัปดาห์หลังจากการปลูก. 2.4 วัดเจริญเติบโตของพืชพืชเก็บเกี่ยว 60 วันหลังจากการฉีดวัคซีนของเด็กและเยาวชน ความสูงของพืชที่ได้รับการวัดในระดับตัวชี้วัดโดยใช้เทปวัดข้างแต่ละโรงงาน สังเกตถูกบันทึกไว้ในสี่กระถางซ้ำอิสระแต่ละที่มีห้าพืช ค่าเฉลี่ยของห้าพืชต่อกระถางซ้ำที่คำนวณได้และใช้สำหรับการเปรียบเทียบทางสถิติ หน่อถั่วเหลืองถูกเก็บเกี่ยวและล้างด้วยน้ำ รากถูกล้างภายใต้การใช้น้ำประปาที่จะเอาดินยึดติด น้ำหนักสดเป็นบันทึกที่เก็บเกี่ยว ข้าวกล้าและรากแห้งแล้วแห้งพืชและน้ำหนักแห้งบันทึก. 2.5 คลอโรฟิลเนื้อหาอ่านคลอโรฟิลเมตร (ค่า SPAD) ถูกนำมาที่ศูนย์สามใบจากแต่ละโรงงานมี Konica Minolta-SPAD-502 คลอโรฟิลเมตร 60 วันหลังปลูก ค่าเฉลี่ยของสามใบต่อต้นถูกนำมาใช้ในการคำนวณเนื้อหาคลอโรฟิลเฉลี่ยสำหรับแต่ละโรงงาน เนื้อหาคลอโรฟิลเฉลี่ยของทั้งห้าพืชในแต่ละซ้ำหม้อจากนั้นก็ใช้สำหรับการเปรียบเทียบทางสถิติระหว่างการรักษา. 2.6 การล่าอาณานิคมรากรากถูกล้างในการทำงานน้ำประปา, การทำความสะอาดโดยการแช่ใน 10% เกาะ 4 วันกรดที่มี 1 N HCl เป็นเวลา 5 นาทีและการย้อมสีแล้วด้วยผ้าฝ้าย lacto-ฟีนอลสีฟ้า รากถูกตั้งข้อสังเกตภายใต้กล้องจุลทรรศน์แสง 630X (โอลิมปั BH2 ลีดส์แม่นยำ Instrument, Inc) ประมาณร้อยละล่าอาณานิคมที่ได้กระทำโดยใช้วิธีการตัดสายตาราง (นอร์ริ et al., 1994 และวาร์มาและ Kharkwal 2009) สปอร์นับภายใต้กล้องจุลทรรศน์สเตอริโอกล้องสองตา การล่าอาณานิคมรากร้อยละที่คำนวณได้กับสูตรการล่าเมืองขึ้นร้อยละ = จำนวนอาณานิคมราก× 100 / จำนวนรากสังเกต. 2.7 การวัดความหนาแน่นของประชากรไข่พืชเก็บเกี่ยว 60 วันหลังจากการฉีดวัคซีนของเด็กและเยาวชน เป็นดินผสมและ subsample 100 ซีซีดิน (น้ำหนักประมาณ 190 กรัมของดิน≈ 100 ซีซีของดิน) ได้รับการรวบรวมไว้ใน 1 ลิตร

Results (Thai) 3:

1 . บทนำ
ถั่วเหลืองซีสต์พยาธิตัวกลม ( SCN ) heterodera ส่วนเป็นกาฝากพยาธิตัวกลมและศัตรูพืชทำลายของถั่วเหลืองทั่วโลก ( มอนสัน และ ชมิตต์ , 2004 ) วงจรชีวิตของระบบมี 3 ขั้นตอน คือ ไข่ เยาวชนและผู้ใหญ่ ถั่วเหลืองเป็นติดเชื้อจากขั้นตอนที่สอง และ j2s ) , หนอนจิ๋วสีเวทีที่แทรกซึมรากกับ stylet .หลังจากการบุกรุกราก , ไส้เดือนฝอย โยกย้ายไปสู่เนื้อเยื่อท่อลำเลียงที่พวกเขาฟีดและพัฒนา อาหารทำให้เกิดการเปลี่ยนแปลงในโครงสร้างภายในราก และรบกวนการทำงานของรากปกติ ก่อให้เกิดโรคพืช ( Lambert และ Bekal , 2002 ) ประมาณสามสัปดาห์หลังจากการติดเชื้อ ภายใต้สภาวะที่เหมาะสม ( อุณหภูมิดินที่ 27 – 29 ° C )เยาวชนหญิงที่ถูกผสมโดยคนเติบโตเป็นผู้ใหญ่เพศหญิง ขยายเพศหญิงออกมาผ่านพื้นผิวของราก และวางไข่ในเยลลี่เหมือนมวลติดกับปลายด้านหลังของตน รักษาประมาณสองในสามของไข่บวมภายในของร่างกาย หลังจากที่ตาย หญิง หนังกําพร้า กลายเป็น melanized ฟอร์มสีน้ำตาลถุงที่ล้อมรอบ ประมาณ 200 - 400 ฟองซิสปกป้องไข่จากการดูดความชื้น , สารเคมี , ผู้ล่าและปรสิตบางอย่าง ( ต้วน et al . , 2009 ) โดยระบบสามารถทนต่อความเครียดสิ่งแวดล้อมต่างๆ อุณหภูมิต่ำโดยเฉพาะอย่างยิ่งหลักเนื่องจากการป้องกันไข่ภายในซีสต์ .

SCN ให้มากที่สุดการสูญเสียผลผลิตทั่วโลกของโรคหรือศัตรูพืช ของถั่วเหลืองกับการสูญเสียในสหรัฐอเมริกาเพียงอย่างเดียวประมาณ 1 พันล้านเหรียญสหรัฐต่อปี ( ริกส์ , 2004 และ arelli และวัง , 2008 ) มีการใช้กลยุทธ์ต่างๆ เพื่อระงับความเสียหายที่เกิดจาก SCN ( Porter et al . , 2001 ) เหล่านี้รวมถึงการปลูกพืชหมุนเวียนและการปฏิบัติทางวัฒนธรรมอื่น ๆพันธุ์ต้านทานและ nematicides ( koenning et al . , 1993 , ริกส์ และ ชูสเตอร์ , 1998 , Schmitt 1991หนุ่มและฮาร์วิก , 1992 , หนุ่ม , 1998a และหนุ่ม 1998b ) รอสส์ ( 1962 ) รายงานว่า การปลูกพืชหมุนเวียนปลอดโฮสต์ของระบบ เช่น ข้าวโพด , ข้าวสาลี ( ข้าวสาลี ) หรือข้าวฟ่าง ( ข้าวฟ่าง ) เป็นกลยุทธ์การจัดการที่มีประสิทธิภาพ อย่างไรก็ตาม พันธุ์ต้านทานเป็นค่าใช้จ่ายในการผลิตและระบบอาจมีวิวัฒนาการความต้านทานภายในระยะเวลาสั้น ๆของเวลา ( เจิงเฉิน , 2011 )ในขณะที่จำนวนของที่มีประสิทธิภาพสูง nematicides เคมี รวมทั้ง fumigants และไม่ fumigants ได้รับการติดตั้งกว่า 30 ปีที่ผ่านมา สารประกอบที่มีประสิทธิภาพมากที่สุด เช่น เมทิลโบรไมด์ ) ได้รับการห้ามหรือ จำกัด เนื่องจากความกังวลด้านสิ่งแวดล้อมและสุขภาพ เป็นจํานวนมาก เป็นพิษต่อสัตว์เลี้ยงลูกด้วยนมรวมถึงมนุษย์ต่าง ๆของเชื้อราและแบคทีเรียก่อโรคของไส้เดือนฝอย ยังถูกใช้เป็นสารไบโอคอนโทรลที่อาจเกิดขึ้นกับตัวแปร หรือจำกัดความสำเร็จ ( เฉินและ Dickson , 2012 ) จากนั้นไส้เดือนฝอยปรสิต พืชในกลุ่มที่ยากที่สุดที่จะจัดการกับเชื้อโรคพืชมีความต้องการที่ดีสำหรับการพัฒนาของปลอดสารพิษ ราคาไม่แพง

และวิธีการควบคุมที่มีประสิทธิภาพpiriformospora indica เป็นราก endophyte ที่ถูกแยกจากทะเลทราย Thar ตะวันตกของอินเดีย ( verma et al . , 1998 และ Varma et al . , 1999 ) เชื้อรานี้จะส่งเสริมการเจริญเติบโตของเชื้อราไมโคไรซา ผลคล้ายน้ำ ( Mishra et al . , 2014 และ Chadha et al . , 2010 ) และเพิ่มผลผลิตมวลชีวภาพของพืชและหลาย ( มัลละ et al . , 2004 และ Varma et al . , 2010 )